Післязабійний кістковий мозок великої рогатої худоби – перспективне джерело стовбурових клітин

  • Iu. O. Kharkevych Національний університет біоресурсів і природокористування України, Київ, Україна https://orcid.org/0000-0002-7877-8272
  • R. R. Bokotko Національний університет біоресурсів і природокористування України, Київ, Україна https://orcid.org/0000-0002-6217-5266
  • A. Y. Mazurkevych Національний університет біоресурсів і природокористування України, Київ, Україна https://orcid.org/0000-0002-2409-7703
  • V. V. Kovpak Національний університет біоресурсів і природокористування України, Київ, Україна https://orcid.org/0000-0003-2419-1246
  • M. O. Maliuk Національний університет біоресурсів і природокористування України, Київ, Україна https://orcid.org/0000-0003-3019-6035
  • A. V. Gryschuk Національний університет біоресурсів і природокористування України, Київ, Україна https://orcid.org/0000-0002-4608-337X
Ключові слова: післязабійний кістковий мозок, біологічний матеріал, стовбурові клітини, проліферативний потенціал, індекс проліферації

Анотація

Розробка методів сучасної технології кріоконсервації клітин тварин сприяла впровадженню концепції створення банків стовбурових клітин для їх подальшого використання, щоб уникнути проблем із нестачею донорів. Масштабне кріоконсервування стовбурових клітин почалося у 90-х роках минулого століття із створення банків пуповинної крові людини. Питання тривалого зберігання стовбурових клітин гостро стоять і у ветеринарній медицині. Щоб виділити клітинний матеріал потрібно мати джерело, придатне для виділення клітин. У якості такого джерела доцільно розглядати і забійний матеріал від продуктивних тварин. Мета даного дослідження - встановити можливість використання післязабійного кісткового мозку великої рогатої худоби у якості джерела стовбурових клітин, на основі індексу проліферації та життєздатності культивованих клітин визначити придатність даного біологічного матеріалу для виділення з нього стовбурових клітин через 72 години після забою тварини. Матеріали і методи досліджень. Кістковий мозок отримували із стегнової кістки корови, віком 3 роки, яка була піддана забою в умовах забійного пункту м’ясопереробного підприємства. Кістковий мозок відбирали за допомогою стерильного пінцета у стерильну пробірку, заповнену 0,25 % розчином трипсину (співвідношення об’єму кісткового мозку до розчину трипсину – 10:1), та ставили на 24 години у холодильник (t +4 0С) з метою здійснення ферментативної дезагрегації. Після дезагрегації кісткового мозку культивування клітин здійснювали в CO2-інкубаторі у одноразових пластикових чашках Петрі (d = 30 мм) за стандартною методикою шляхом періодичного їх пасажування після формування моношару на 95–100 %. Результати досліджень. Під час культивування суспензії клітин, отриманих із післязабійного кісткового мозку корови, встановлено, що колонії клітин почали з’являтися на 6–7 добу після висівання. Пасажування клітин за допомогою 0,25 % розчину трипсину-Версену та висівання їх у нові культуральні чашки сприяло нарощуванню маси клітин, які активно проліферували. Встановлено, що стовбурові клітини, виділені із післязабійного кісткового мозку великої рогатої худоби, володіють значним проліферативним потенціалом, про що свідчать показники індексу проліферації з І по ІІІ пасажі, та високою життєздатністю. Таким чином, післязабійний кістковий мозок великої рогатої худоби може бути використаний у якості альтернативного джерела стовбурових клітин. Даний біологічний матеріал придатний для виділення з нього стовбурових клітин навіть через 72 години після забою тварини, що відкриває перспективи його транспортування на великі відстані.

Завантаження

##plugins.generic.usageStats.noStats##

Посилання

Adams, M. K., Goodrich, L. R., Rao, S., Olea-Popelka, F., Phillips, N., Kisiday, J. D., & McIlwraith, C.W. (2013). Equine bone marrow-derived mesenchymal stromal cells (BMDMSCs) from the ilium and sternum: Are there differences? Equine Veterinary Journal, 45 (3), 372 – 375. DOI: 10.1111/j.2042-3306.2012.00646.x

Arutyunyan, I., Fatkhudinov, T., & Sukhikh, G. (2018). Umbilical cord tissue cryopreservation: A short review. Stem Cell Research & Therapy, 9 (1). DOI: 10.1186/s13287-018-0992-0

Barberini, D. J., Freitas, N. P., Magnoni, M. S., Maia, L., Listoni, A. J., Heckler, M. C., … Amorim, R. M. (2014). Equine mesenchymal stem cells from bone marrow, adipose tissue and umbilical cord: immunophenotypic characterization and differentiation potential. Stem Cell Res Ther., 5. DOI: 10.1186/scrt414

Barberini, D.J., Freitas, N.P.P., Magnoni, M.S., Leandro, M., Listoni, A., Heckler, M. … Rogerio, A. (2014). Equine mesenchymal stem cells from bone marrow, adipose tissue and umbilical cord: immunophenotypic characterization and differentiation potential. Stem Cell Res Ther 5, 25. DOI:10.1186/scrt414

Blazar, B. R., Lasky, L. C., Perentesis, J. P., Watson, K. V., Steinberg S. E., Filipovich, A. H., Orr, H. T., & Ramsay, N. K. (1986). Successful donor cell engraftment in a recipient of bone marrow from a cadaveric donor. Blood, 67(6), 1655–1660. DOI: 10.1182/blood.V67.6.1655.bloodjournal6761655

Brignier, A. C., & Gewirtz, A. M. (2010). Embryonic and adult stem cell therapy. J. Allergy Clin. Immunol, 125 (2), 336–344. DOI: 10.1016/j.jaci.2009.09.032

Chagastelles, P. C., & Nardi, N. B. (2011). Biology of stem cells: an overview. Kidney International Supplements, 1(3), 63–67. DOI: 10.1038/kisup.2011.15

Delling, U., Lindner, K., Ribitsch, I., Jülke, H., & Brehm, W. (2012). Comparison of bone marrow aspiration at the sternum and the tuber coxae in middle-aged horses. Can. J. Vet. Res., 76 (1), 52–56.

Eslaminejad, M. B., Nazarian, H., Falahi, F., Taghiyar, L., & Daneshzadeh, M. T. (2009). Ex vivo Expansion and Differentiation of Mesenchymal Stem Cells from Goat Bone Marrow. Irani Journal of Basic Medical Sciences, 12 (2), 70–79. DOI: 10.22038/ijbms.2009.5146

Gholamrezanezhad, A. (Ed.). (2011). Stem Cells in Clinic and Research. London: IntechOpen. DOI: 10.5772/740

Igna C., Tănăsie, G., Schuszler, L., & Şere, M. (2008). Techniques for dog bone marrow stromal cells sampling, culturing, differentiation and loading scaffolds. Buletin USAMV-CN, 65 (1–2), 177–181.

Kapelushnik, J., Aker, M., Pugatsch, T., Samuel, S., & Slavin, S. (1998). Bone marrow transplantation from a cadaveric donor. Bone Marrow Transplant., 21, 857–858. DOI: 10.1038/sj.bmt.1701165

Kasashima, Y., Ueno, T., Tomita, A., Goodship, A. E., & Smith, R. K. (2011). Optimisation of bone marrow aspiration from the equine sternum for the safe recovery of mesenchymal stem cells. Equine Vet. J., 43 (3), 288–94. DOI: 10.1111/j.2042-3306.2010.00215.x

Kurtzberg, J. (2017). A History of Cord Blood Banking and Transplantation. Stem Cells Translational Medicine, 6 (5), 1309–1311. DOI:10.1002/sctm.17-0075

Latil, M., Rocheteau, P., Châtre, L., Sanulli, S., Mémet, S., Ricchetti, M., Tajbakhsh, S., & Chrétien, F. (2012). Skeletal muscle stem cells adopt a dormant cell state post mortem and retain regenerative capacity. Nature Communications, 3. DOI: 10.1038/ncomms1890

Miana, V.V., & Gonzalez, E. A. P. (2018). Adipose tissue stem cells in regenerative medicine. Ecancermedicalscience, 12. DOI: 10.3332/ecancer.2018.822

Presnell, S. C., Petersen, B., & Heidaran, M. A. (2002). Stem cells in adult tissue. Develop. Biol., 13, 69−376. DOI:10.1016/S1084952102000939

Reimann, V., Creutzig, U., & Kögler, G. (2009). Stem Cells Derived From Cord Blood in Transplantation and Regenerative Medicine. Dtsch Arztebl Int, 106 (50), 831–836. DOI: 10.3238/arztebl.2009.0831

Shu, Z., Gao, D., & Lee, L.Q. (2015). Update on Cryopreservation of Adipose Tissue and Adipose-derived Stem Cells. Clin. Plastic Surg., 42 (2), 209–218. DOI: 10.1016/j.cps.2014.12.001

Vieira, N.M., Brandalise, V., Zucconi, E., Secco, M., Strauss, B. E., & Zatz, M. (2010). Isolation, Characterization, and Differentiation Potential of Canine Adipose-Derived Stem Cells. Cell Transplantation, 19, 279–289. DOI: 10.3727/096368909X481764


Переглядів анотації: 258
Завантажень PDF: 135
Опубліковано
2020-05-20